Halbleiterchips mit Hirn

Forschungsbericht (importiert) 2008 - Max-Planck-Institut für Biochemie

Autoren
Fromherz, Peter
Abteilungen
Membran- und Neurophysik (Fromherz) (Prof. Dr. Peter Fromherz)
MPI für Biochemie, Martinsried
Zusammenfassung
Halbleiterchips und neuronale Systeme können direkt elektrisch gekoppelt werden. Die Forschung dazu schafft die Grundlagen für eine Anwendung solcher hybrider Prozessoren in Hirnforschung, Neuroprothetik und Informationstechnologie. Auf neuronaler Seite werden Ionenkanäle, Nervenzellen und Hirngewebe eingesetzt. Auf elektronischer Seite werden Siliziumchips mit Transistoren und Kondensatoren zur Klärung des Kopplungsmechanismus verwendet. Auf dieser Basis werden komplexe Chips mit über 30.000 Kontakten entwickelt, um neuronale Vorgänge mit höchster räumlicher Auflösung zu studieren.

Mikroelektronik und Mikroionik

Computer und Hirne funktionieren elektrisch. Die elektrischen Ladungsträger jedoch sind unterschiedlich: Beim Computer handelt es sich um Elektronen im Silizium und im Hirn um Ionen in Wasser. Es ist eine intellektuelle und technologische Herausforderung, diese so unterschiedlichen Systeme direkt auf der Ebene ihrer elektronischen und ionischen Signale zu koppeln. Grundsätzlich ist es schon Galvani im 18. Jahrhundert gelungen, Metall und erregbares Gewebe elektrisch zu verbinden. Heute, nach fünfzig Jahren dramatischer Entwicklungen sowohl in der Halbleiter-Mikrotechnologie als auch in der zellulären Neurobiologie, stellt sich aber eine ganz andere Herausforderung, nämlich die kontrollierte Kopplung zwischen Myriaden von Nervenzellen und mikroelektronischen Schaltungen – mit atemberaubenden Ausblicken auf Anwendungen in Hirnforschung, Neuroprothetik und Informationstechnologie.

Zwar sind die mikroelektronischen Prozesse in Halbleitern und die mikroionischen Prozesse in Nervenzellen sehr gut erforscht. Jedoch über das Verhalten von Halbleiterchips in wässriger Umgebung und von Zellen auf einer festen Chipunterlage ist wenig bekannt. Die Aufklärung des Mechanismus eines direkten neuroelektronischen Interfacings muss deswegen ganz unten im molekularen, nanoskopischen Bereich beginnen. Von dort aus kann in Richtung auf die Wechselwirkung einzelner Nervenzellen und einzelner elektronischer Bauelemente – Kondensatoren und Transistoren – fortgeschritten werden. Damit erschließt sich das Interfacing von neuronalen Netzwerken und von Hirngewebe mit dichtgepackten Gittern aus Kondensatoren und Transistoren hochintegrierter Chips [1].

Zell-Chip-Kontakt

Die elementaren Strukturen der ionisch-elektronischen Kopplung sind in Abbildung 1 dargestellt. Zellen in einem Kulturmedium wachsen auf einem Elektrolyt-Oxid-Silizium-(EOS)-Kondensator beziehungsweise auf Elektrolyt-Oxid-Silizium-(EOS)-Transistoren. Das erste System stellt die Lötstelle vom Chip zur Zelle dar, das zweite die Lötstelle von der Zelle zum Chip. Nicht sichtbar in den mikroskopischen Bildern ist der eigentliche Kontakt zwischen Zellmembran und Oxidschicht, die das Cytoplasma beziehungsweise das Silizium vom Kulturmedium isolieren. Dieser Kontaktbereich wird mit speziell entwickelten Methoden (Fluoreszenz-Interferenz-Kontrast-Mikroskopie, Fluoreszenz-Starkeffekt-Mikroskopie, Spektralanalyse des Kontaktrauschens) untersucht. Es stellte sich heraus, dass Membran und Oxid durch einen dünnen Elektrolytfilm des Kulturmediums (Schichtdicke etwa 50 Nanometer) getrennt sind. Dieses Resultat hat einen positiven und einen negativen Aspekt: Einerseits befindet sich die Zellmembran in einer physiologischen Umgebung und ist damit voll funktionsfähig, andererseits aber schwächt der elektrisch leitende Elektrolytfilm die Wechselwirkung von Chip und Zelle.

Halbleiterchips mit kultivierten Zellen (human embryonic kidney cells - Typ HEK 293), in denen rekombinante Ionenkanäle überexprimiert sind. Links: Kreisförmiger Elektrolyt-Oxid-Silizium-Kondensator mit hoher elektrischer Kapazität (mittels Titandioxid als isolierendes Dielektrikum) zur Aktivierung eines Natriumkanals. Rechts: Lineares Gitter rauscharmer Elektrolyt-Oxid-Silizium-Transistoren (senkrechtes Gitter in der Mitte) zur Detektion des Ionenkanals eines Serotonin-Rezeptors.

Ionische und elektronische Signale

Die elektrischen Elemente von Nervenzellen sind molekulare Ionenkanäle in der Zellmembran. Zwei elektrische Bauelemente im Halbleiterchip werden zur Kopplung an die Ionenkanäle verwendet: EOS-Kondensatoren zur Stimulation und EOS-Transistoren zur Detektion. Die Wechselwirkung beruht auf einem Strom-Spannung-Strom-Prozess: Beim Kondensator wird ein Elektronenstrom im Silizium in eine Spannung im Elektrolytfilm übersetzt. Dabei werden Ionenkanäle geöffnet, so dass ein Ionenstrom durch die Membran fließt. Beim Transistor erzeugt der Ionenstrom, der durch offene Ionenkanäle fließt, eine Spannung im Elektrolytfilm, sodass ein Elektronenstrom im Silizium moduliert wird.

Voraussetzung für die Analyse dieser Mechanismen ist die Verbindung von Methoden der Halbleiterphysik und der Molekularbiologie (vgl. Abb. 1). Auf der Seite der Halbleiterphysik werden EOS-Kondensatoren mit hoher elektrischer Kapazität entwickelt [2], sodass der Elektronenstrom in eine Spannung übersetzt werden kann, die ausreicht, Ionenkanäle zu öffnen. Weiterhin werden besonders rauscharme EOS-Transistoren hergestellt [3], deren Elektronenstrom die geringen Spannungen detektieren kann, die durch Ionenkanäle induziert werden. Auf der molekularen Seite werden wohldefinierte Ionenkanäle (Natriumkanäle, Kaliumkanäle, Serotonin-Rezeptoren) eingesetzt [4, 5], die durch Transfektion kultivierter Zellen erhalten werden.

Interfacing von Nervenzellen

Der erste Schritt zur Integration neuronaler Dynamik und digitaler Elektronik ist das Interfacing einer einzelnen Nervenzelle mit einer einzelnen Silizium-Mikrostruktur. Diese Situation ist aus zwei Gründen komplexer als bei den Experimenten mit rekombinanten Ionenkanälen: (1) In einer Nervenzelle gibt es verschiedene Ionenkanäle mit einer unterschiedlichen Dichte im und neben dem Zell-Chip-Kontakt. (2) Wegen der schnellen Dynamik der neuronalen Erregung spielt bei der Chip-Kopplung die Zellmembran im und neben dem Zell-Chip-Kontakt eine Rolle.

Die Zell-Chip-Kopplung ist bei einer großen Fläche des Kontakts stärker, da dann mehr Strom im Strom-Spannung-Strom-Prozess fließt. Aus diesem Grunde wurde das Neuron-Silizium-Interfacing zunächst mit großen Nervenzellen von Invertebraten (Nicht-Wirbeltiere wie Blutegel, Schnecke) durchgeführt. Aufgrund der Verbesserung der EOS-Kondensatoren und der EOS-Transistoren ist es inzwischen möglich geworden, nun auch das Interfacing von kleinen Säugetier-Nervenzellen zu implementieren (Abb. 2) [3, 6].

Halbleiterchips mit Nervenzellen aus dem Rattenhirn. Links: Stimulation neuronaler Aktivität auf kreisförmigem Elektrolyt-Oxid-Silizium-Kondensator (Titandioxid als isolierendes Dielektrikum). Rechts: Detektion neuronaler Aktivität durch rauscharme Elektrolyt-Oxid-Silizium-Transistoren.

Elementare Hybride

Der Aufbau hybrider Prozessoren hat zwei Aspekte: (1) die Ergänzung neuronaler Netzwerke durch mikroelektronische Schaltungen, und (2) die Unterstützung mikroelektronischer Schaltungen durch neuronale Netzwerke. Zwei einfache Experimente illustrieren diese Idee: Im Schaltkreis „Neuron-Silizium-Silizium-Neuron“ wird die spontane Aktivität einer Nervenzelle durch einen Transistor detektiert (Abb. 3). Das Signal wird durch eine elektronische Schaltung im Chip identifiziert. Es wird ein Spannungspuls erzeugt, der über einen Kondensator in einer anderen Zelle neuronale Erregung auslöst. Als Resultat „feuert“ das zweite Neuron in strenger Relation zum ersten Neuron, ohne dass eine neuronale Verbindung besteht [7]. Im Schaltkreis „Silizium-Neuron-Neuron-Silizium“ besteht zwischen den Nervenzellen eine synaptische Verbindung in einem Netzwerk (Abb. 3). Die präsynaptische Zelle wird durch einen Kondensator stimuliert. Über eine Synapse löst sie in der postsynaptischen Zelle ein Aktionspotenzial aus, das mit einem Transistor detektiert wird. Da die Nervenzellen bei der Bildung eines Netzwerks auf dem Chip verrutschen, werden sie durch Käfige, bestehend aus einem organischen Polymer, auf den Kontaktstellen fixiert [8].

Hybride neuroelektronischer Systeme. Links oben: Vier getrennte Paare von Nervenzellen aus der Schlammschnecke auf Kondensator-Transistor-Kontakten eines Siliziumchips. Jedes Paar ist über eine (unsichtbare) mikroelektronische Schaltung im Chip so verbunden, dass die Aktivität der einen Zelle durch die Aktivität der anderen Zelle kontrolliert wird. Links unten: Ein Polymerkäfig fixiert eine Nervenzelle auf einem Kondensator-Transistor-Kontakt. Rechts: Netzwerk aus fixierten Nervenzellen auf Kondensator-Transistor-Kontakten.

Neuronale Netzwerke auf CMOS-Chips

Das Verrutschen der Zellen wird irrelevant, wenn ein Chip mit so eng gepackten Kondensatoren und Transistoren verwendet wird, dass jede Zelle immer auf einer Kontaktstelle liegt. In einem solchen System kann auf eine Kontrolle der Netzwerk-Geometrie verzichtet werden. Wenn die sich ändernde Geometrie vom Chip aus registriert wird, können auch so definierte Experimente durchgeführt werden.

Chips mit dicht gepackten Kontakten werden mittels CMOS-Technologie hergestellt, die für die Herstellung von Computerchips industriell etabliert ist. Dabei wird darauf geachtet, dass die Mechanismen des Interfacings dieselben bleiben wie in einfachen Siliziumchips. Dies wird dadurch erreicht, dass die gesamte Chipoberfläche und alle Kontaktstellen mit einer Isolationschicht aus Titandioxid abgedeckt werden. In einer ersten Chipserie wurde ein Gitter aus 16384 Sensortransistoren auf einem Quadratmillimeter entwickelt (Abb. 4). In einer zweiten Serie wurden ein Transistorgitter und dazu ein Gitter aus 400 Kondensatoren implementiert. Mit diesen Chips konnten Karten neuronaler Aktivität beobachtet werden, sowohl an einzelnen Nervenzellen der Schnecke [9] als auch an großen Netzwerken aus Nervenzellen der Ratte [10]. In einer dritten Serie bestand das Gitter aus 32768 dualen Kontakten, die als Kondensatoren und als Transistoren betrieben wurden. Erste Tests auf neuronales Interfacing in beide Richtungen waren erfolgreich.

Nervenzellen auf einem Gitter aus Sensor-Transistoren eines CMOS-Chips mit 16.384 Kontakten pro Quadratmillimeter. Links: Nervenzellen aus der Schlammschnecke mit fladenförmigen Fortsätzen. Die hellen Punkte sind die Transistor-Kontakte unter einer isolierenden Schicht aus Titandioxid. Rechts: Nervenzellen des Rattenhirns, die über ein Geflecht neuronaler Fortsätze zu einem Netzwerk zusammengewachsen sind. (Das durchscheinende Gitter der Transistor-Kontakte korrespondiert mit der Größe der Zellkörper.)

Chips mit Hirngewebe

Hirngewebe auf Halbleiterchips. Links oben: Schema der neuronalen Vernetzung im Hippocampus (nach Ramon y Cajal). Rechts: Elektrische Spannungskarte in einer kultivierten Hippocampus-Scheibe zu verschiedenen Zeiten nach einer Reizung. Die linke Spalte zeigt die Signale nach Zugabe eines Synapsengifts, die rechte Spalte die ungestörte Reaktion. Links unten: Frische Scheibe aus dem Hippocampus der Maus auf einem Siliziumchip mit zwei Reihen Transistoren (Nr. 1 – 128). Diese Messanordnung wird verwendet, um den Mechanismus der Hirn-Chip-Kopplung aufzuklären. Mit einem Kreuz ist die Stelle markiert, an der mit einer Metallelektrode (schwarzer Schatten) gereizt wird. Mit einem Pfeil ist die Stelle markiert, an der die Transistor-Detektion mit einer konventionellen Elektroden-Detektion verglichen wird.

Das schwierige Kultivieren neuronaler Netze wird vermieden, wenn Netze verwendet werden, wie sie in Hirnen vorliegen. Um ein Interfacing mit planaren Chips zu erreichen, ist Hirngewebe mit einer ebenen Netzwerk-Struktur erforderlich. Man erhält es durch Herausschneiden dünner Scheiben aus geeigneten Hirnstrukturen. Mit den dicht gepackten Nervenzellen eines Gewebes stellt sich jedoch erneut die Frage des Interfacing-Mechanismus.

Als Testsystem eignet sich die Hippocampus-Region des Rattenhirns mit ihrer wohlbekannten Architektur. Damit ist Kondensator-Reizung wie auch Transistor-Detektion möglich, wenn die Gewebescheiben einige Zeit kultiviert werden. Allerdings koppeln dabei nicht einzelne Nervenzellen an den Chip, sondern kleine Gruppen. Der Einsatz des CMOS-Chips erlaubt eine raumzeitliche Kartierung neuronaler Aktivität bei einer Auflösung von 8 Mikrometern. Abbildung 5 zeigt ein Beispiel: Bei Anwendung eines Synapsengifts erkennt man die schnelle Ausbreitung eines Aktionspotenzials, ohne Gift wird auch die Aktivierung der Synapsen raumzeitlich kartiert [11]. Eine Transistor-Detektion ist auch mit frischen Hippocampus-Scheiben möglich [12]. Auch hier erlaubt der CMOS-Chip eine raumzeitliche Kartierung. In einem ersten Schritt zum Einsatz der Chiptechnologie in Hirnen wurden Silizium-Nadelchips mit EOS-Kondensatoren und EOS-Transistoren entwickelt. Im Gewebe des Hippocampus wurde das Interfacing in beide Richtungen erfolgreich getestet.

Ausblick

Mit den bisherigen Studien konnte der Mechanismus des Interfacings einzelner Nervenzellen und Halbleiterchips aufgeklärt werden. Wesentlich dabei war die Integration der Methoden der Halbleiterphysik, der Elektrophysiologie und der Molekularbiologie in einem einzigen Labor. Elementare Experimente in Hinblick auf Hybridsysteme aus neuronalen Netzen und Mikroelektronik sind vollendet. Aufbauend darauf werden jetzt zwei Richtungen eingeschlagen: Das Interfacing von kleinen Netzen definierter Geometrie und von großen, ungeordneten Netzen unter Anwendung von CMOS-Chips mit dualen Kontakten. Das Interfacing von kultiviertem Hirngewebe ist in beide Richtungen problemlos, wenn auch einige Aspekte des Mechanismus noch unklar sind. Die CMOS-Chips mit dualen Kontakten werden es ermöglichen, die volle raumzeitliche Dynamik in planarem Hirngewebe aufzuklären. Die ersten Experimente mit Silizium-Nadelchips öffnen bereits den Weg für das Halbleiter-Interfacing von Hirnen.

1.
P. Fromherz:
Joining microelectronics and microionics: nerve cells and brain tissue on semiconductor chips.
Solid State Electronics 52, 1364-1373 (2008).
2.
F. Wallrapp, P. Fromherz:
TiO2 and HfO2 in electrolyte-oxide-silicon configuration for applications in bioelectronics.
Journal of Applied Physics 99, 114103 (2006).
3.
M. Voelker, P. Fromherz:
Signal transmission from individual mammalian nerve cell to field-effect transistor.
Small 1, 206-210 (2005).
4.
I. Peitz, P. Fromherz:
Functional Na+ channels in cell adhesion probed by transistor recording.
Biophysical Journal 90, 183-189 (2006).
5.
I. Peitz, P. Fromherz:
Recombinant serotonin receptor on transistor, a prototype for cell-based biosensorics.
Angewandte Chemie International Edition 46, 5787-5790 (2007).
6.
I. Schoen, P. Fromherz:
Extracellular stimulation of mammalian neurons through repetitive activation of Na+ channels by weak capacitive currents on a silicon chip.
Journal of Neurophysiology 100, 346-357 (2008).
7.
P. Bonifazi, P. Fromherz:
Silicon chip for electronic communication between nerve cells by noninvasive interfacing and analog-digital processing.
Advanced Materials 14, 1190-1193 (2002).
8.
G. Zeck, P. Fromherz:
Noninvasive neuroelectronic interfacing with synaptically connected snail neurons immobilized on a semiconductor chip.
Proceedings of the National Academy of Sciences USA 98, 10457-10462 (2001).
9.
A. Lambacher, M. Jenkner, M. Merz, B. Eversmann, R. A. Kaul, F. Hofmann, R. Thewes, P. Fromherz:
Electrical imaging of neuronal activity by multi-transistor-array (MTA) recording at 7.8 µm resolution.
Applied Physics A 79, 1607-1611 (2004).
10.
V. Vitzthum, M. Eickenscheidt, R. Zeitler, A. Lambacher, A. Kunze, B. Eversmann, R. Thewes, P. Fromherz:
Electrical recording of mammalian neurons by multi-transistor array (MTA).
Proceedings of the 6th International Meeting on Substrate-Integrated Micro Electrode Arrays, Reutlingen, BIOPRO edition volume 5, p 342 (BIOPRO GmbH Stuttgart, 2008) .
11.
M. Hutzler, A. Lambacher, B. Eversmann, M. Jenkner, R. Thewes, P. Fromherz:
High-resolution multi-transistor array recording of electrical field potentials in cultured brain slices.
Journal of Neurophysioly 96, 1638-1645 (2006).
12.
C. Stangl, P. Fromherz:
Neuronal field potential in acute hippocampus slice recorded with transistor and micropipette electrode.
European Journal of Neuroscience 27, 958-964 (2008).
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